РЕКОМЕНДАЦИИ ПО БЕЗОПАСНОМУ ЗАБОРУ КРОВИ У МЫШЕЙ И КРЫС

article description image

Факторы, влияющие на выбор подходящего метода забора крови (список может быть не полным):

 


• Вид животного, у которого будет проводиться забор крови.
• Размеры животного и общий объём крови в его организме.
• Тип пробы крови (например, сыворотка, клетки крови и т.д.).
• Качество, предъявляемое к пробам крови (стерильность, загрязнение тканевой жидкостью и т.д.).
• Необходимый объём пробы крови.
• Частота забора проб крови.
• Состояние здоровья животного, у которого будет браться кровь.
• Наличие подготовки и опыта в заборе проб крови у флеботомиста.
• Эффекты ограничения подвижности или анестезии на измеряемые параметры крови.


Допустимое количество и частота забора проб крови зависит от объёма циркулирующей крови у данного вида животного и скорости регенерации красных клеток крови (эритроцитов)1. Примерный ОЦК у грызунов колеблется от 55 до 70 мл/кг веса тела. Для животных безопасен  забор 10% ОЦК каждые 2-4 недели, 7.5% каждые 7 дней, 1% каждые 24 часа. Забор крови в объёмах, превышающих рекомендованные, должен быть обоснован в плане исследования с привлечением лабораторных животных. При этом необходимо обеспечить замещение потерь жидкой части/клеточных элементов крови. Пределы объёмов крови, допустимых для забора и рассчитанные с учётом массы тела животного, указаны в таблице 1.

Таблица 1: Допустимые объёмы проб крови в зависимости от веса тела животного

Вес тела (гр)

ОЦК* (мл)

1% ОЦК (мл), забор каждые

24 часа+

7,5% ОЦК (мл), забор каждые

7 дней+

10% ОЦК (мл), забор каждые

2-4 недели+

20

1,10-1,40

0,011-0,014

0,082-0,105

0,11-0,14

25

1,37-1,75

0,014-0,018

0,10-0,13

0,14-0,18

30

1,65-2,10

0,017-0,021

0,12-0,16

0,17-0,21

35

1,93-2,45

0,019-0,025

0,14-0,18

0,19-0,25

40

2,20-2,80

0,022-0,028

0,16-0,21

0,22-0,28

125

6,88-8,75

0,069-0,088

0,52-0,66

0,69-0,88

150

8,25-10,50

0,082-0,105

0,62-0,79

0,82-1,0

200

11,00-14,00

0,11-0,14

0,82-1,05

1,1-1,4

250

13,75-17,50

0,14-0,18

1,0-1,3

1,4-1,8

300

16,50-21,00

0,17-0,21

1,2-1,6

1,7-2,1

350

19,25-24,50

0,19-0,25

1,4-1,8

1,9-2,5

*Объём циркулирующей крови

+ Максимальный объём пробы для данной частоты забора

 
Данные рекомендации относятся к наиболее часто используемым методикам забора проб крови через:
а) ретроорбитальный доступ;
b) нижнечелюстной доступ;
с) доступ через подкожные вены конечностей;
d) доступ через хвостовые вены;
e) яремный доступ.
 
Забор крови с помощью пункции сердца считается процедурой, равнозначной эвтаназии, и должен проводить только после достижения глубокой анестезии. Глубина наркоза подтверждается отсутствием реакции на болевое воздействие (щипок за лапу или хвост).  Перечень вопросов, которыми следует руководствоваться  при выборе метода забора проб крови у лабораторных животных, указан ниже.

Забор проб крови из ретроорбитального синуса/сплетения:

• Забор проб крови из ретроорбитального синуса может использоваться у мышей и у крыс (несмотря на то, что эта методика не получила распространения у крыс). Целью процедуры является пункция ретроорбитального синуса у мышей или сплетения у крыс с помощью капиллярной или пастеровской пипетки.
• Методика отличается скоростью проведения процедуры – за короткое время можно собрать образцы крови у большой группы животных.
• Объём крови, получаемой данным методом: средний или большой.
• Хорошее качество образцов крови. Возможно загрязнение проб местно анестезирующим препаратом, что необходимо учитывать при использовании местной анестезии.
• Повторный забор крови из этой же глазницы должен проводиться не ранее чем через 10 дней. За это время ткани, повреждённые во время процедуры, должны восстановиться. В противном случае попытка повторного забора крови может быть неудачной из-за активного процесса восстановления тканей, влияющего на кровообращение в данной области.
• Не следует проводить забор крови попеременно, из левой и правой глазниц, до тех пор, пока флеботомист не получит достаточного опыта в выполнении данной процедуры, позволяющего уверенно изымать кровь доминантной рукой. То есть, специалист-правша должен набраться опыта при выполнении процедуры забора крови из правой глазницы, и только после этого переходить к получению проб крови из левой глазницы.
• Неправильное выполнение данной процедуры при отсутствии опыта проведения ретроорбитального забора крови чаще приводит к осложнениям, по сравнению с другими методиками.
• При использовании данной методики у мышей рекомендуется применять общую анестезию, если это не противоречит дизайну эксперимента. Если забор крови проводится без общего наркоза, необходимо использовать местную анестезию, с помощью капель пропаракаина  или тетракаина. Консультативный Комитет Национального Института Здоровья по Использованию Животных в Научных Экспериментах (США) считает, что забор крови через ретроорбитальный доступ у мышей приводит к минимальному и быстропроходящему болевому воздействию и стрессу, при условии выполнения процедуры подготовленным специалистом, и, следовательно, относится к процедурам категории С по классификации Министерства Сельского Хозяйства США.
• У крыс процедура приводит к более выраженной травме тканей глазницы, чем у мышей. Причина в том, что у крыс забор крови проводится из венозного сплетения, а не из синуса, как у мышей. При проведении процедуры необходимо использовать общую анестезию, исключая случаи научно обоснованного отказа от общего наркоза, подтверждённые и разрешённые Институциональным Комитетом по Содержанию и Использованию Животных в Экспериментах. Кроме того, перед непосредственным проведением забора крови рекомендуется использовать и местную анестезию с помощью капель пропаракаина или тетракаина. . Консультативный Комитет Национального Института Здоровья по Использованию Животных в Научных Экспериментах (США) считает, что забор крови через ретроорбитальный доступ у мышей приводит к минимальному и быстропроходящему болевому воздействию и стрессу, при условии выполнения процедуры подготовленным специалистом, и, следовательно, относится к процедурам категории С по классификации Министерства Сельского Хозяйства США.
• И у мышей, и у крыс, после проведения забора крови необходимо провести необходимые мероприятия по остановке кровотечения.
• Рекомендуется использовать стерильные инструменты, чтобы предупредить инфекцию глазницы и возможные отдалённые последствия травмы глаза. Перед выполнением процедуры необходимо проверить края пипетки на предмет неровностей и заусенец, чтобы снизить риск травмы глаза.
 
Забор проб крови из поверхностной височной вены (нижнечелюстной доступ, метод может применяться только у взрослых мышей):
 
• Объём крови, получаемой данным методом: средний или большой.
• Возможен повторный забор крови с противоположной стороны головы.
• Получаемые образцы могут состоять из смеси артериальной и венозной крови.
• Метод не требует значительного практического опыта для уверенного забора необходимых объёмов крови, по сравнению с забором крови ретроорбитально или из хвостовой вены.
• Ручная иммобилизация животных без общей анестезии способствует правильному выполнению процедуры и венозному полнокровию, что облегчает забор крови.
• Процедура может выполняться с высокой скоростью, с минимальным набором нужных инструментов, что позволяет быстро завершить забор крови.
• Объём получаемых образцов может частично контролироваться путём выбора размера иглы (20G или меньше) или ланцета (4 мм), использующихся для пункции.
• При заборе крови данным методом клинические показатели крови могут быть выше, чем при заборе крови из ретроорбитального сплетения.

Забор крови из подкожных вен конечностей (медиальный или латеральный доступ):

• Данная методика получения проб крови может использоваться и у крыс, и у мышей. Процедура выполняется путём пункции подкожной вены иглой.
• Объём крови, получаемой данным методом: небольшой или средний.
• Качество проб крови варьирует в широких пределах.
• Процедура обычно выполняется без общей анестезии, но для её выполнения необходимо надёжно зафиксировать животное.
• Метод требует больше практики для уверенного забора необходимых объёмов крови, по сравнению с забором крови ретроорбитально или из хвостовой вены.
• Несмотря на то, что забор крови из подкожных вен является более эстетичной процедурой, по сравнению с забором крови из ретроорбитального сплетения, длительная иммобилизация и подготовка может привести к значительному стрессу у животного, находящегося в сознании.
• В некоторых случаях после данной процедуры животное может хромать, щадя травмированную конечность.
• Нанесение на кожу стерильного вазелинового масла перед забором крови может способствовать кровотечению и увеличить общий объём полученной пробы.
• Для повторного получения серии небольших образцов крови можно осторожно удалить тромб/корку с ранки.

Забор проб крови из латеральной хвостовой вены или вентральной/дорсальной артерии:

• Методика может использоваться как у крыс, так и у мышей. Процедура выполняется путём  установки канюли в сосуд или надсечения поверхностного сосуда перпендикулярно хвосту.
• Забор проб крови с помощью надсечения сосуда отличается лёгкостью выполнения у обоих видов животных. Однако при использовании данной методики качество образцов крови сильно варьирует из-за возможного загрязнения проб тканевыми элементами.  Качество проб также снижается при увеличении времени кровотечения и при попытке “выдоить” больше крови из хвоста.
• Забор крови с помощью иглы (канюли) снижает риск загрязнения образцов, однако методика отличается трудностями при её применении у мышей.
• Получаемые объёмы крови при установке канюли или при надсечении сосуда: артерия – средние или большие. Вена – в основном небольшие, так как забор крови из артерии позволяет получать пробы большего объёма и быстрее. Но, при заборе крови из артерии необходимо провести адекватную остановку кровотечения. По этой причине забор крови из артерии необходимо использовать только тогда, когда требуется получить большие объёмы крови.
• Возможен повторный забор крови. Для повторного получения серии небольших образцов крови (например, для измерения уровней глюкозы в крови) при надсечении хвоста можно осторожно удалить тромб/корку с ранки.
• В большинстве случаев предварительное согревание хвоста с помощью лампы или тёплого компресса может увеличить получаемый объём крови.
• Установка канюли и надсечение хвоста обычно выполняются без анестезии, несмотря на необходимость в надёжной фиксации животного.

Забор крови с помощью удаления кончика хвоста:

• Методика может использоваться как у крыс, так и у мышей. Процедура выполняется путём подрезания (ампутации) кончика хвоста длиной не более 1 мм (у мышей) или 2 мм (у крыс).
• Получаемые пробы крови имеют различное качество и могут загрязняться тканевыми элементами.
• Качество образцов снижается при увеличении времени кровотечения или при попытках “выдоить” из хвоста больше крови.
• Объём крови, получаемой данным методом: небольшой.
• Возможен повторный забор крови. Для повторного получения серии небольших образцов крови (например, для измерения уровней глюкозы в крови) можно осторожно удалить тромб/корку с ранки.
• В большинстве случаев предварительное согревание хвоста с помощью лампы или тёплого компресса может увеличить получаемый объём крови.
• При подрезании хвоста  необходимо решить вопрос об анестезии/анальгезии, особенно если метод использовался ранее для определения генотипа животных. При использовании местной анестезии холодом кровотечение начнётся после согревания хвоста. Если используется местная анестезия необходимо дать препарату подействовать перед началом забора крови.

Забор крови из яремной вены (метод применяется только у крыс):

• Объём крови, получаемой данным методом: средний или большой.
• Метод отличается высоким качеством проб крови.
• Забор крови из яремной вены может проводиться без анестезии, однако её использование значительно облегчает процедуру.
• С помощью данной методики сложно проводить повторный забор серии образцов крови.

 

ДРУГИЕ СТАТЬИ